Détection répétable des ions Ag+ à l'aide d'un aptamère d'ADN

Rapports scientifiques volume 12, Numéro d'article : 9692 (2022) Citer cet article

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Cet article décrit la détection reproductible des ions Ag + à l'aide d'un capteur biochimique d'hydrogel lié à un aptamère d'ADN intégré à un système de chauffage microfluidique. Les capteurs biochimiques qui réagissent aux composés chimiques et produisent des signaux détectables jouent un rôle essentiel dans de nombreux aspects de la société moderne. En particulier, on peut s'attendre à ce que la mesure reproductible d'informations environnementales telles que les substances toxiques, y compris les ions Ag+, améliore l'environnement. L'aptamère d'ADN est un candidat attractif en raison de la stabilité et de la sélectivité de la liaison aux produits chimiques. Cependant, les précédents capteurs biochimiques d'aptamère d'ADN ne pouvaient pas mesurer de manière répétée car ces capteurs n'avaient pas de fonctions d'initialisation. Pour surmonter ce défi, nous avons proposé un capteur biochimique d'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN intégré au système de chauffage microfluidique permettant une détection reproductible des ions Ag+. Les ions Ag+ de liaison sont dissociés par chauffage et rinçage à travers le dispositif de chauffage microfluidique intégré. L'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN avait la capacité de détecter une large gamme de concentrations d'ions Ag + (10−5–10 mM), y compris une gamme toxique pour divers organismes aquatiques. Enfin, nous avons démontré la détection répétable des ions Ag+. Ces résultats indiquent que notre capteur biochimique proposé devrait être utilisé pour une surveillance à long terme avec une stabilité élevée à la température ambiante et une faible consommation d'énergie.

Les capteurs biochimiques qui réagissent aux composés chimiques et produisent des signaux détectables jouent un rôle essentiel dans de nombreux aspects de la société moderne car les humains sont beaucoup moins sensibles à l'environnement chimique ou biologique qu'à l'environnement physique tel que la lumière, la pression, la température ou l'humidité1. Par exemple, les molécules spécifiques à l'intérieur d'un corps humain telles que les métabolites, les ions métalliques et les hormones reflètent la santé de la personne, tandis que les produits chimiques dans l'environnement, y compris les métaux lourds, les explosifs et les toxines, peuvent influencer les plantes et les animaux, y compris les humains2,3. Pour promouvoir la santé d'une personne et améliorer l'environnement, il est fortement attendu de mesurer ces informations biométriques et environnementales de manière répétée sur une longue période. Vers la réalisation de mesures répétables sur la longue période, le développement de capteurs biochimiques hautement sensibles et répétables est prévu.

Bien que divers types de capteurs biochimiques aient été développés4,5,6,7, les capteurs d'acide nucléique fonctionnels1, qui utilisent l'ADN, l'ARN ou d'autres acides nucléiques comme élément de détection, ont récemment été ciblés comme capteurs biochimiques de nouvelle génération. Parmi les capteurs d'acide nucléique fonctionnels, l'aptamère d'ADN, qui est un ADN simple brin avec une séquence de bases spécifique, a attiré beaucoup d'attention car un aptamère d'ADN se lie spécifiquement à une substance cible avec une sélectivité de liaison élevée. À ce jour, diverses substances cibles pour les aptamères d'ADN ont été signalées, notamment des substances biologiques telles que le facteur de croissance dérivé des plaquettes, la thrombine, la cocaïne et des substances toxiques pour l'environnement, notamment les ions Ag+, les ions Hg2+, les ions Pb2+ et les ions Sr2+8,9. De plus, les aptamères d'ADN sont des matériaux stables : l'aptamère d'ADN peut être dénaturé et renaturé thermiquement pendant de nombreux cycles sans perdre sa capacité de liaison1. Profitant de ces caractéristiques, différents types de capteurs biochimiques d'aptamères d'ADN ont été développés9,10. La plupart de ces capteurs biochimiques d'aptamères d'ADN utilisent des signaux de fluorescence11,12, électrochimiques13,14 et de longueur d'onde visible15 comme sorties. Cependant, ces capteurs biochimiques d'aptamère d'ADN ne pouvaient mesurer leurs molécules cibles qu'une seule fois car ces capteurs n'avaient pas pour fonction de dissocier la liaison des molécules cibles à l'aptamère d'ADN. Pour une mesure reproductible du capteur biochimique d'aptamère d'ADN, il est nécessaire d'initialiser le capteur biochimique d'aptamère d'ADN en dissociant et en supprimant la molécule cible dans les capteurs biochimiques d'aptamère d'ADN.

Pour surmonter ce défi, nous proposons une détection répétable des ions Ag + à l'aide d'un capteur biochimique d'hydrogel lié à un aptamère d'ADN intégré à un système de chauffage microfluidique (Fig. 1a). Le capteur biochimique proposé a été divisé en trois composants : un hydrogel lié à un aptamère d'ADN, un micro-élément chauffant et un micro-canal. Les aptamères d'ADN qui se lient spécifiquement aux ions Ag + 16, 17 sont réticulés au réseau polymère d'hydrogel d'acrylamide pour convertir les ions Ag + en un changement de volume de l'hydrogel (Fig. 1b). Sur la base des recherches précédentes17, la séquence d'aptamère d'ADN qui peut changer sa structure droite en structure en épingle à cheveux lorsque l'ion Ag + se liant à l'aptamère d'ADN est utilisée (Fig. 1c). Le changement de volume de l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN est déclenché par le repliement de l'aptamère d'ADN en capturant les ions Ag+. Plus en détail, les paires de bases médiées par l'argent (C – Ag (I) – C) dans l'aptamère d'ADN se forment entre les résidus C et changent leur structure en une structure en épingle à cheveux (Fig. 1c)17. Les structures en épingle à cheveux provoquent l'entraînement du réseau polymère hydrogel réticulé, entraînant le rétrécissement de l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN. Pour une utilisation reproductible de l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN rétréci, les ions Ag + se liant à l'aptamère d'ADN sont dissociés par chauffage et rinçage avec le dispositif de chauffage microfluidique, permettant à l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN de gonfler à l'état initial. En utilisant ce mécanisme, le capteur biochimique d'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN proposé pourrait détecter à plusieurs reprises les ions Ag + car les aptamères d'ADN dans l'hydrogel ont la capacité de capturer à nouveau l'ion Ag +. Dans cet article, nous étudions les propriétés de la sensibilité aux ions Ag + de l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN et caractérisons les performances de chauffage du dispositif de chauffage microfluidique. Comme preuve de concept, nous démontrons enfin la détection reproductible d'ions Ag + par le capteur biochimique d'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN intégré au dispositif de chauffage microfluidique.

( a ) Illustration schématique du capteur biochimique d'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN intégré au dispositif de chauffage microfluidique pour la détection répétable de substances chimiques. (b) L'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN change de volume en raison de la formation de la structure en épingle à cheveux de l'aptamère d'ADN capturant les ions Ag +. ( c ) La structure de l'aptamère Ag-ADN change de manière réversible en se liant et en dissociant les ions Ag +.

Pour le capteur biochimique d'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN, le polyacrylamide a été utilisé comme matériau de réseau polymère pour fixer l'aptamère d'ADN en raison de deux caractéristiques de l'hydrogel d'acrylamide : la stabilité à température ambiante (4-100 °C)18 et la non-réactivité à les ions Ag+. Nous avons choisi l'aptamère d'ADN Ag+-ion (Fig. 1c) car les ions Ag+ sont un indicateur commun pour examiner la toxicité dans l'environnement aqueux3. Les extrémités de l'aptamère d'ADN ont été modifiées avec de l'ester N-succinimidyle d'acide méthacrylique pour se réticuler avec le réseau d'acrylamide. Pour fabriquer le capteur d'aptamère d'ADN, une solution de pré-gel (0,20 g/mL d'acrylamide, 0,133 % (p/p) de N,N'-méthylènebis (acrylamide) comme réticulant, 0,5 % (v/v) d'Irgacure1173 comme un photoinitiateur et un aptamère d'ADN Ag+-ion (0, 40, 400 µM en solution de pré-gel)) ont été coulés dans des moules en poly-diméthylsiloxane (PDMS) (Diamètre : dm = 3 mm, Épaisseur : t = 0,5 mm ou Diamètre : dm = 2 mm, Epaisseur : t = 0,3 mm), puis réticulé par irradiation UV. Enfin, les hydrogels liés à l'ADN-aptamère fabriqués ont été placés dans l'eau pure pendant 3 h pour gonfler en absorbant l'eau pure environnante.

Tout d'abord, nous avons vérifié le comportement de rétrécissement de l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN aux ions Ag+. Les diamètres de l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN fabriqué, dgel, étaient de 4, 6 mm lorsque nous avons utilisé le moule avec un diamètre de 3 mm: dm = 3 mm et l'épaisseur: t = 0, 5 mm (Fig. 2a à gauche). Lors de l'immersion de l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN dans une solution CH3COOAg pour appliquer les ions Ag + 10 mM, l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN (aptamère d'ADN : 400 μM dans la solution de pré-gel) a rétréci avec succès (Fig. 2a à droite). En revanche, l'hydrogel d'acrylamide pur (sans aptamère d'ADN) n'a répondu à aucune concentration d'ions Ag + (Fig. 2b, carré blanc). Ces résultats ont montré que le rétrécissement de l'hydrogel était causé par l'aptamère d'ADN. Ainsi, on considère également que l'aptamère d'ADN était spécifiquement lié aux ions Ag + et a changé leur structure en une structure en épingle à cheveux.

( a ) Le changement de volume de l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN lors de l'application des ions Ag + 10 mM. La barre d'échelle est de 500 µm. ( b ) La relation entre le rapport de rétrécissement des hydrogels liés à l'aptamère d'ADN et les concentrations variées d'ions Ag +. ( c ) La variation dans le temps du taux de rétrécissement, ε, à différentes concentrations d'ions Ag +. ( d ) La variation dans le temps du rapport de rétrécissement, ε, pour les hydrogels liés à l'aptamère d'ADN de différentes tailles. (e) La détection des ions Ag+ dans les échantillons environnementaux.

Deuxièmement, la concentration en ions Ag + appliquée a varié de 10-5 à 10 mM pour observer l'influence de la concentration en ions Ag + sur le taux de rétrécissement de l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN. L'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN a rétréci de manière isotrope19. Le taux de retrait, ε, a été défini comme

où A0 était une zone d'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN avant la réponse et A(t) était une zone d'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN à un temps de réponse t. Les rapports de rétrécissement des hydrogels liés à l'aptamère d'ADN avec différentes densités d'aptamère d'ADN (40 µM et 400 µM d'aptamère d'ADN dans les solutions de pré-gel) ont augmenté à mesure que la concentration d'ions Ag+ augmentait (Fig. 2b, carré gris et triangle gris). L'hydrogel avec aptamère d'ADN haute densité (400 µM en solution pré-gel) a largement changé de volume (ε = 0,84 à 10 mM d'ions Ag+, rapport de changement de volume : 0,77) (Fig. 2b, carré gris), tandis que l'hydrogel avec L'aptamère d'ADN de faible densité (40 µM dans une solution de pré-gel) a légèrement modifié son volume (ε = 0, 95 à 10 mM d'ions Ag +, rapport de changement de volume : 0, 93) (Fig. 2b, triangle gris). Ces résultats ont montré que l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN pouvait être appliqué pour mesurer la concentration d'ions Ag + et que la sensibilité du capteur biochimique d'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN pouvait être ajustée en fonction de la quantité d'aptamère d'ADN dans l'hydrogel.

Ensuite, nous avons examiné la vitesse de réponse de l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN en raison de la concentration d'ions Ag+ appliqués (60 mM, 6 mM ou 0,6 mM). Les hydrogels liés à l'aptamère d'ADN ont progressivement changé de volume lorsqu'ils ont été appliqués à la fois des ions Ag + 60 mM, des ions Ag + 6 mM et des ions Ag + 0, 6 mM, et les changements de volume ont convergé en ~ 1 h (Fig. 2c carré rouge et carré bleu, Film 1). En utilisant un logiciel d'analyse de données (IGOR Pro, WaveMetrics), les rapports de rétrécissement tracés, ε, ont été approximés par une fonction exponentielle et une constante de temps de la fonction exponentielle, τ, a été calculée pour comparer la vitesse de réponse de l'ADN aptamère lié capteur d'hydrogel. Les constantes de temps, τ, étaient approximativement les mêmes que 16,3 min (ions Ag+ 60 mM, Fig. 2c carré rouge), 11,4 (ions Ag+ 6 mM, Fig. 2c carré vert) et 18,6 min (ions Ag+ 0,6 mM, Fig. . 2c carré bleu), alors que les taux de rétrécissement étaient largement différents (ions Ag+ 60 mM : ε = 0,62, ions Ag+ 6 mM : ε = 0,68, ions Ag+ 0,6 mM : ε = 0,77). Ces résultats indiquent que la vitesse de réponse de l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN n'était pas principalement affectée par la concentration en ions Ag+.

Ensuite, l'influence du rapport surface/volume (Rs, v) a été observée en modifiant le diamètre des hydrogels liés à l'aptamère d'ADN. Des hydrogels liés à des aptamères d'ADN de différents diamètres (dgel = 2,7 mm et 4,6 mm) ont été fabriqués avec différentes tailles de moules (dm = 2 mm, t = 0,3 mm, Rs,v = 8,67 et dm = 3 mm, t = 0,5 mm , Rs,v = 5,33) et appliqué avec les ions Ag+ 10 mM. Les diamètres de l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN ont diminué de 2,7 à 2,5 mm (ε = 0,88, Fig. 2d carré bleu) et de 4,6 à 4,2 mm (ε = 0,84, Fig. 2d rouge), respectivement. La constante de temps du plus petit hydrogel lié à l'aptamère d'ADN (dgel = 2,7 mm, Rs,v = 8,67) était plus rapide (τ = 3,9 min) que le plus grand hydrogel lié à l'aptamère d'ADN (dgel = 4,6 mm, Rs,v = 5,33 , τ = 19,0 min). Ces résultats ont montré que la vitesse de réponse est améliorée en augmentant le rapport surface/volume de l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN sans diminuer le rapport de rétrécissement.

Ensuite, la détection des ions Ag+ dans les échantillons environnementaux a été observée. Les échantillons environnementaux ont été prélevés dans un aquarium et une rivière (Informations complémentaires S1, Fig. S1). Les hydrogels liés à l'aptamère d'ADN (aptamère d'ADN 400 µM dans les solutions de pré-gel) ont été immergés dans les échantillons environnementaux avec ou sans ions Ag + 10 mM supplémentaires pendant 2 h. L'hydrogel lié à l'ADN-aptamère a rétréci avec ε = 0, 76 répondant aux ions multiples dans l'échantillon de l'aquarium (Fig. 2e, barre de cadre rouge). Lors de l'immersion dans l'échantillon de l'aquarium avec 10 mM Ag +, l'hydrogel lié à l'aptamère ADN a largement rétréci avec ε = 0, 65 (Fig. 2e, barre rouge). Semblable à l'échantillon de l'aquarium, l'hydrogel lié à l'ADN-aptamère a largement rétréci lors de l'immersion de l'échantillon de la rivière avec 10 mM d'ions Ag+ (contrôle : ε = 0,64, échantillon avec 10 mM Ag+ : ε = 0,59, Fig. 2e bleu barres). Ces résultats ont indiqué que l'hydrogel lié à l'ADN-aptamère était affecté par les ions multiples dans le milieu environnant. Cependant, les aptamères d'ADN proposés dans cette étude se lient spécifiquement aux ions Ag + et forment la structure en épingle à cheveux, entraînant un rétrécissement important de l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN (Informations complémentaires S2, Fig. S2)15. En fait, il existe une nette différence dans les taux de retrait de l'hydrogel lié à l'ADN-aptamère avec et sans ions Ag+. Par conséquent, le capteur proposé peut détecter les ions Ag+ dans les environnements environnants en mesurant la différence de comportement de rétrécissement.

La température de dissociation des ions Ag+ de l'aptamère d'ADN est estimée à partir de la température de fusion, Tm. L'aptamère d'ADN a cinq paires de bases AT et cinq paires C – Ag (I) -C lors de la capture d'ions Ag +. Dans la méthode de Wallace et les recherches précédentes16, la température de fusion d'un duplex d'ADN augmente de 2 °C par paire de bases AT (Tm, AT) et de 8 °C par paires C–Ag(I)–C (Tm, CAgC), respectivement. Par conséquent, la température de fusion, Tm, pourrait être calculée comme

Pour chauffer l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN jusqu'à la température de fusion pour la dissociation des ions Ag +, nous avons fabriqué le dispositif de chauffage microfluidique (Fig. 3a à gauche). Le dispositif de chauffage microfluidique est divisé en deux composants principaux : le micro-élément chauffant et le micro-canal. Le micro-élément chauffant constitué par la couche d'Au à motifs (épaisseur : ~ 175 nm, largeur : 1 mm, Fig. S3a) peut chauffer une solution aqueuse qui s'écoule dans le micro-canal par une chaleur Joule générée par l'application d'un courant électrique (Fig. 3a à droite). Le micro-canal (largeur : 3 mm, hauteur : 1 mm) possède une chambre de maintien de gel (diamètre : 7 mm, hauteur : 1,5 mm) pour fixer l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN dans le flux (Fig. S3b). La distance entre l'entrée et la chambre contenant le gel était de 15 mm.

(a) Illustration schématique et images du dispositif de chauffage microfluidique pour initialiser l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN pour une détection répétée. La barre d'échelle est de 1 mm. (b) Image thermographique du dispositif de chauffage microfluidique lors de l'alimentation en eau DI et du chauffage par le micro-chauffage. La barre d'échelle est de 5 mm. (c) La relation entre la distance de l'entrée et la température du micro-canal. La barre d'échelle est de 5 mm. ( d ) Mesure de la température au cours du temps de la chambre de maintien du gel. La barre d'échelle est de 5 mm.

Ensuite, les caractéristiques du dispositif de chauffage microfluidique fabriqué ont été examinées. L'eau DI a été fournie à la chambre de maintien du gel à l'aide de la pompe à seringue à débit constant (5 µL/s) et l'eau DI fournie a été chauffée par le micro-chauffage (courant : 0,35 A). Au début du chauffage (5 s), le haut de la chambre de maintien du gel était encore à basse température (< 30 °C, Fig. 3b à gauche). Après 50 s de chauffage de l'eau DI, le haut de la chambre a été chauffé avec succès à plus de 50 ° C (Fig. 3b à droite). En mesurant la distribution de température, la température du micro-canal a été progressivement augmentée de l'entrée à la chambre de gel et la température dans la chambre de maintien du gel a été atteinte d'environ 70 ° C (Fig. 3c). De plus, la mesure de la température au cours du temps a montré que la température du haut de la chambre de gel avait atteint 50 ° C en environ 40 s (Fig. 3d). Ensuite, la température au niveau de la chambre de maintien du gel a convergé à 70°C. Ces résultats ont indiqué que l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN placé dans la chambre de gel pouvait être chauffé à la température de fusion de l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN, Tm = 50 ° C, en utilisant le dispositif de chauffage microfluidique fabriqué.

Enfin, la détection répétée des ions Ag + avec l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN a été vérifiée. L'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN (400 µM) a rétréci avec le rapport de rétrécissement, ε = 0, 74, lors de la première réponse aux ions Ag + 10 mM (Fig. 4 tracé bleu). Ensuite, les ions Ag+ capturés avec l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN ont été dissociés par chauffage et rinçage (débit d'eau DI : 1 µL/s, courant électrique : 0,30 A) pendant 120 min pour initialiser le capteur. La tension appliquée a été augmentée à mesure que la température du micro-élément chauffant augmentait. Ainsi, en utilisant le courant appliqué (0,30 A) et la tension après convergence (6,9 V), la consommation électrique du dispositif microfluidique a été calculée à 2,07 W. L'hydrogel initialisé à l'aptamère d'ADN a gonflé et le taux de retrait, ε, récupéré à 0,92 (Fig. 4, tracé rouge). On pense que la raison pour laquelle l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN n'a pas complètement gonflé à l'état initial est due à la déformation plastique du réseau d'hydrogel d'acrylamide qui a traîné par repliement de l'aptamère d'ADN. Par la suite, l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN a répondu à 10 mM d'ions Ag+ et a été dissocié par chauffage et rinçage de manière répétée. Le rapport de rétrécissement des deuxième et troisième réponses était ε = 0, 74 et ε = 0, 75 (Fig. 4, tracés bleus), qui étaient presque la même valeur que la première réponse, montrant que la réactivité de l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN était maintenue même après des réponses répétées. Lors de la deuxième initialisation, le taux de retrait de l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN a également récupéré à ε = 0, 93, qui était également la même valeur que la première initialisation (Fig. 4 tracés rouges). Par conséquent, ces résultats ont montré que notre capteur biochimique hydrogel lié à l'aptamère d'ADN proposé intégré au dispositif de chauffage microfluidique pouvait détecter les ions Ag + à plusieurs reprises.

La détection reproductible des ions Ag+ à l'aide du capteur biochimique d'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN.

Notre capteur d'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN proposé intégré au dispositif de chauffage microfluidique a montré la capacité de la réponse répétée aux ions Ag +. Il s'agit du premier concept proposé pour des mesures répétables de capteurs biochimiques hydrogel liés à l'aptamère d'ADN en initialisant avec un chauffage Joule. Les ions d'argent sont nocifs pour les organismes aquatiques sensibles : 1 à 5 µg/L d'ions Ag+ dans un environnement aqueux ont tué des espèces d'organismes aquatiques sensibles, y compris des espèces représentatives d'insectes, de daphnies, d'amphipodes, de truite, de plie et de naseux ; 100 à 401 µg/L d'ions Ag+ ont tué divers animaux marins, notamment des pétoncles, des escargots et des truites arc-en-ciel ; 3000 µg/L d'ions Ag+ ont tué les bactéries marines3. Le comportement de rétrécissement de l'hydrogel lié à l'ADN-aptamère a été légèrement affecté par les ions multiples dans les échantillons d'environnement15,20,21. Cependant, il a également été révélé que l'hydrogel lié à l'ADN-aptamère proposé se lie spécifiquement aux ions Ag +, entraînant un rétrécissement important. L'hydrogel lié à l'ADN-aptamère proposé pourrait détecter les ions Ag + dans les échantillons d'environnement en comparant le comportement de rétrécissement. Ainsi, le capteur biochimique reproductible proposé pourrait être appliqué à la surveillance à long terme de la qualité de l'eau qui est nécessaire pour réaliser une société durable.

L'initialisation du capteur proposé a été démontrée par une faible consommation d'énergie (environ 2,07 W) qui est une caractéristique efficace pour une utilisation à long terme. Quant à la cible de détection du capteur proposé, différents types de cibles pourraient être acceptables grâce à la variation des séquences d'aptamères d'ADN8,9,22. De plus, la sensibilité et la vitesse de réponse du capteur pourraient être réglées par la densité de l'aptamère d'ADN dans l'hydrogel et la taille de l'hydrogel entier, respectivement, selon les cibles de détection.

Pour une utilisation pratique du capteur biochimique lié à l'aptamère d'ADN proposé, un système de mesure de volume automatique qui peut obtenir le diamètre de l'hydrogel dans le dispositif de chauffage microfluidique est nécessaire car le changement de volume de l'hydrogel a été mesuré manuellement dans cet article. Par exemple, un capteur d'image CMOS (Complementary Metal Oxide Semiconductor) a été un candidat attrayant car le capteur d'image CMOS est stable, peu coûteux et facilement attaché aux dispositifs microfluidiques pour surveiller optiquement l'état intérieur du dispositif23. De plus, il pourrait être pratiquement efficace que le changement de volume de l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN soit converti en d'autres informations telles qu'un changement de couleur visible. Par exemple, un cristal colloïdal photonique capable de convertir le changement de volume en changement de longueur d'onde visible devrait également être intégré à l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN, car le cristal colloïdal photonique peut être fabriqué dans l'hydrogel15,21,24,25. En ce qui concerne les cibles de détection, l'hydrogel lié à l'ADN-aptamère peut répondre aux autres cibles, y compris les ions de métaux lourds, en modifiant l'aptamère d'ADN8,20,21. Comme le principe de base de la liaison de l'ADN-aptamère aux substances cibles est le même, le clignotement avec les dispositifs de chauffage microfluidiques proposés dans cette étude peut s'appliquer à d'autres hydrogels liés à l'ADN-aptamère. La température de fusion, Tm, est différente du nombre de paires de bases liées et de la force de liaison entre les substances cibles et les paires de bases, mais elle pourrait être estimée comme dans l'Eq. (2). Le dispositif de chauffage microfluidique proposé peut appliquer n'importe quel stimuli thermique en réglant le courant, ainsi l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN avec différents aptamères d'ADN pourrait également détecter les substances cibles à plusieurs reprises. Avec ces améliorations, nous pensons que la détection répétée de substances chimiques de notre corps ou dans des environnements pourrait être entièrement automatisée avec nos systèmes de capteurs hydrogel à base d'aptamère d'ADN proposés.

Nous avons proposé la détection reproductible des ions Ag + en utilisant le capteur biochimique d'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN intégré au système de chauffage microfluidique. Le capteur biochimique d'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN peut détecter la large gamme de concentrations d'ions Ag+ (10−5–10 mM), y compris la gamme toxique pour divers organismes aquatiques. Notre capteur biochimique hydrogel lié à l'aptamère d'ADN proposé pourrait détecter les ions Ag + trois fois en chauffant et en rinçant à travers le dispositif de chauffage microfluidique. L'hydrogel lié à l'ADN-aptamère est stable contre une large gamme de températures (4 à 100 ° C), de sorte que notre capteur biochimique proposé devrait donc être utilisé pour une surveillance à long terme avec une stabilité élevée à température ambiante et une faible consommation d'énergie. À l'avenir, nous nous attendions également à ce que notre capteur biochimique hydrogel lié à l'aptamère d'ADN proposé puisse être appliqué pour détecter diverses cibles de notre corps ou dans des environnements en ajustant la séquence d'aptamère d'ADN.

La solution de pré-gel (0,20 g/mL d'acrylamide (Wako, 012-00762) + 0,133 % (p/p) de N,N'-méthylènebis (acrylamide) (agent de réticulation, Wako, 018-03282) + 0,5 % ( v/v) Irgacure 1173 (Photoamorceur, BASF, 30472687) + Ag+-ion ADN aptamère (Séquence aptamère : CH2=C(CH3)–C(=O)–NH-5′-CTCTCTTCTCAAA-AAACACAACACAC-3′-NH– C(=O)–C(CH3)=CH2, 0, 40, 400 µM en solution de pré-gel, synthétisé par Tsukuba oligo service) a été utilisé pour fabriquer l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN. Les solutions de pré-gel ont été versées dans un moule en PDMS (Diamètre : dm = 3 mm, Epaisseur : t = 0,5 mm ou Diamètre : dm = 2 mm, Epaisseur : t = 0,3 mm, matériau de base : durcisseur = 10:1, Toray, SILPOT 184) et le PDMS moule a été recouvert par des plaques de verre (22 × 22 mm, n ° 1, Matsunami). Ensuite, la solution de pré-gel dans le moule PDMS a été réticulée par irradiation UV. Pour remplacer l'électrolyte dans la solution d'ADN avec de l'eau DI , l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN fabriqué a été immergé dans 8 ml d'eau DI pendant 3 h et lavé trois fois.

Le dispositif de chauffage microfluidique a été divisé en une partie micro-chauffage et une partie micro-canal. La partie micro-élément chauffant a été fabriquée selon le processus suivant (les détails de conception ont été décrits dans les informations complémentaires). Des couches de chrome (Cr : ~ 5 nm) et d'or (Au : ~ 175 nm) ont été déposées sur un substrat de verre (S9111, Matsunami) par un évaporateur sous vide (VE-2012, Vacuum device) comme couche d'adhésion et un micro-chauffage couche de fil, respectivement. Pour le micro-motif du motif de micro-chauffage, le substrat déposé Cr / Au a été précuit à 100 ° C pendant 2 min, suivi d'un revêtement par centrifugation d'un photorésist positif (OFPR-800-20CP, Tokyo ohka kogyo) à 2000 rpm, puis cuit à 100 °C pendant 4 min. Les UV ont été irradiés sur le substrat revêtu de photorésist à travers un photomasque en utilisant un aligneur de masque (EMA-400, Union). La couche de photorésist a été développée par NMD-3 (hydroxyde de tétraméthylammonium à 2, 38%, Tokyo ohka kogyo) après l'irradiation UV, puis le photorésist résiduel a été éliminé par incinération au plasma O2 (SEDE-P, meiwafosis) pendant 10 s. Les Cr/Au exposés ont été gravés par un décapant Au (0,2 M KI + solution d'iode 0,033 M ; KI : 164-03972, Wako ; solution d'iode : 094-01705, Wako) et un décapant Cr (produits chimiques Kato), respectivement. Après avoir été lavée deux fois à l'eau DI, la couche de résine photosensible a été éliminée à l'acétone (013-00356, Wako), suivie d'un rinçage à l'éthanol (057-00456, Wako) et d'un nettoyage au plasma O2 pendant 30 s. Pour le câblage de la partie micro-chauffage, des fils de Cu (2UEW0,26 mm, harmonet Kyowa) ont été connectés au motif Au via une pâte conductrice (No Solder, Elephantech). Enfin, un Cytop (CTL-809 M, produits chimiques AGC) a été enduit par centrifugation sur le substrat gravé à l'Au à 1000 tr/min pour l'isolation, puis cuit à 180 ° C pendant 2 h.

Ensuite, pour la fabrication de micro-canaux (la conception détaillée a été décrite dans les informations complémentaires.), le PDMS (matériau de base : agent de durcissement = 10: 1) a été versé dans un moule en acrylique et durci par chauffage à 75 ° C pendant 2 h . La partie micro-cannel fabriquée a été placée sur la partie chauffante après l'ouverture d'une entrée par une biopsie à l'emporte-pièce (φ1 mm, BP-10F, Kai medical). L'entrée était connectée à une pompe à seringue (KD Scientific, LEGATO 180) via un tube tefzel (VICI, 1/16″ × 0,5 ETFE).

L'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN a été observé au microscope à contraste de phase inversé (OLYMPUS, IX73P1-22FL/PH). Pour observer la réponse aux ions Ag +, l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN a été trempé dans des solutions d'acétate d'argent 1 µM à 10 mM (CH3COOAg) pendant 120 min. Pour comparer la vitesse de réponse, en utilisant un logiciel d'analyse de données (IGOR Pro, WaveMetrics), les rapports de rétrécissement tracés, ε, ont été approximés par une fonction exponentielle et une constante de temps de la fonction exponentielle, τ, a été calculée pour comparer la vitesse de réponse du capteur d'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN.

Pour la détection des ions Ag+ dans les conditions environnementales, les échantillons environnementaux ont été prélevés dans l'aquarium et la rivière. L'hydrogel lié à l'ADN-aptamère (aptamère d'ADN : 400 µM dans la solution de pré-gel) a été immergé dans les échantillons environnementaux avec ou sans Ag+ 10 mM.

Pour étudier la fonction de micro-chauffage du dispositif de chauffage microfluidique, un courant électrique (0,35 A) a été appliqué à la partie micro-chauffage par une source d'alimentation (PS40-20A, TEXIO). L'eau DI a été induite à 5 µL/s dans la partie micro-canal par la pompe à seringue. La température du micro-canal a été mesurée par une caméra de thermographie (ETS320, FLIR).

Pour une détection reproductible à l'aide de l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN, les trois processus suivants ont été répétés trois fois. Tout d'abord, l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN (aptamère d'ADN : 400 µM dans la solution de pré-gel) a répondu aux ions Ag+ en trempant dans une solution de CH3COOAg 10 mM pendant 120 min. Ensuite, l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN a été chauffé et rincé par le système de chauffage microfluidique (débit d'eau DI : 1 µL/s, courant électrique : 0,30 A) pendant 120 min pour dissocier les ions Ag+. Enfin, l'hydrogel lié à l'aptamère d'ADN a été refroidi dans de l'eau DI (20 ° C) pendant 120 min.

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Ces auteurs ont contribué à parts égales : Koki Yoshida et Tomoki Hayashi.

École supérieure d'ingénierie de conception intégrée, Université Keio, 3-14-1 Hiyoshi, Kohoku-Ku, Yokohama, 223-8522, Japon

Koki Yoshida, Tomoki Hayashi et Hiroaki Onoe

Département de génie mécanique, Faculté des sciences et technologies, Université Keio, 3-14-1 Hiyoshi, Kohoku-Ku, Yokohama, 223-8522, Japon

Hiroaki Onoé

Département d'informatique, École d'informatique, Institut de technologie de Tokyo, 4259 Nagatsutacho, Midori-Ku, Yokohama, 226-8502, Japon

Masahiro Takinoué

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KY et TH ont contribué à parts égales. TH et HO ont conçu l'étude. La MT contribue à la conception et à la modification de l'aptamère d'ADN. KY et TH ont réalisé les expériences. KY et HO ont écrit le manuscrit. Tous les auteurs ont approuvé la version finale du manuscrit.

Correspondance à Hiroaki Onoe.

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

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Réimpressions et autorisations

Yoshida, K., Hayashi, T., Takinoue, M. et al. Détection reproductible des ions Ag+ à l'aide d'un capteur biochimique d'hydrogel lié à un aptamère d'ADN intégré à un système de chauffage microfluidique. Sci Rep 12, 9692 (2022). https://doi.org/10.1038/s41598-022-13970-z

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Reçu : 07 décembre 2021

Accepté : 31 mai 2022

Publié: 11 juin 2022

DOI : https://doi.org/10.1038/s41598-022-13970-z

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